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Présentation 
 
Depuis 2009, j'ai dirigé, au sein du Laboratoire d’Ecophysiologie des Plantes sous Stress Environnementaux (UMR LEPSE), l’équipe « Stress Environnementaux et Processus Intégrés du Contrôle de la Croissance (SPIC) » qui comprenait 3 chercheurs, 2 techniciens de recherche, 1 assistant ingénieur, 3 doctorants,  1 post-doctorant, tout autant de pré-doctorants et du personnel temporaire qui vient en appui aux expérimentations. L’objectif général de mon travail de recherches était d’identifier et hiérarchiser les processus contrôlant la réponse du développement des feuilles à différentes contraintes environnementales. J' évaluais la contribution des variables cellulaires, telles la division cellulaire, l’expansion des cellules et le processus d’endoréplication  à la plasticité du développement foliaire. Ce projet s'inscrivait dans le contexte des analyses des interactions génotype x environnement.

Pour réaliser ce projet, j'ai participé au développement de la plateforme de phénotypage PHENOPSIS dont j'ai été responsable scientifique depuis sa création en 2003. Maintenant, PHENOPSIS fait partie depuis 2011, de Montpellier Plant Phenotyping Platforms (M3P), structure qui regroupe les 3 installations de phénotypage du LEPSE : PHENOPSIS, PHENODYN et PHENOARCH.

Résultats récents

Ces dernières années, de nombreux contrats m’ont permis d’établir d’étroites collaborations avec des experts de la génétique quantitative et de la biologie moléculaire chez la plante modèle Arabidopsis thaliana. Nous avons analysé ensemble par des approches multi-disciplinaires les relations croissance foliaire / milieu environnemental et avons montré l’intérêt que pouvait avoir une analyse dynamique et/ou multi-échelles de la croissance foliaire pour les analyses QTLs, et pour l’analyse de l’expression de grandes quantités de gènes et la présence de protéines dans des feuilles. Tous les résultats obtenus en disséquant le phénotype ‘surface foliaire de la rosette’ en un grand nombre de variables sous-jacentes (du transcrit à la surface foliaire) au cours du temps, dans un grand nombre de génotypes, et dans plusieurs conditions environnementales ont permis de révéler des propriétés émergentes du développement des feuilles.

Je retiendrai ici quelques messages importants issus de ces travaux :

(1)   La rosette est constituée de feuilles successives qui ont des caractéristiques morphologiques et dynamiques différentes. Des modèles statistiques de segmentation ont permis d'identifier des phases de développement successives et de regrouper les feuilles présentant des caractéristiques identiques. La longueur de ces phases varie en fonction des génotypes (Lièvre et al., 2016).

(2)   Une partie des phénotypes observés à l’échelle d’une feuille à un rang donné, ou à l’échelle des cellules de l’épiderme de cette même feuille ou au niveau des transcrits et protéines de cette même feuille est expliquée par le nombre de feuilles total de la rosette et/ou la date de floraison. Ceci doit être pris en compte lors de la comparaison de génotypes avec des nombres de feuilles différents (Lièvre et al., 2013; Massonnet et al., 2015).

(3)   L’expansion de la rosette et/ou des feuilles individuelles de la rosette est un processus dynamique pouvant présenter un phénomène de compensation : lorsque l’expansion initiale est rapide on observe dans de nombreuses conditions (fond génétique, stress hydrique, photopériode…) une durée d’expansion plus faible (Lièvre et al., 2013; Bac-Molenaar et al., 2015 & 2016). Ceci a un impact important pour la détection de QTLs d’expansion foliaire ou la comparaison des signatures moléculaires de la croissance à une date donnée ou un stade donné d’expansion (Baerenfaller et al., 2012).

(4)   La feuille a son propre contrôle d’expansion et, jusqu’à un certain point, elle contrôle les processus cellulaires sous-jacents. Cette hypothèse a souvent été discutée dans la littérature en remettant en cause un contrôle purement cellulaire de l’expansion. De même, le niveau d’endoréplication dans la feuille dépendrait de l’expansion de la feuille elle-même (Tisné et al., 2008; Tisné, Barbier & Granier, 2011; Massonnet et al., 2011) .

 Projet de recherche

Arabidopsis thaliana est une espèce modèle très intéressante pour avoir accès à tous les outils mentionnés plus haut et m’a permis d’avancer rapidement dans mon projet de recherches. Le phénotypage multi-échelles de simple, double et triple mutants présentant des niveaux de base de division cellulaire ou d’endoréplication contrastés dans les feuille et soumis à différentes contraintes hydriques du sol a permis d’y voir plus clair sur le rôle de ces processus dans la croissance foliaire et sa plasticité (projet ANR CKI-Stress, en cours). Ce type de matériel génétique se généralise de plus en plus à d’autres espèces présentant un intérêt agronomique. Depuis 4 ans, mon projet a pris un certain tournant. En effet, j’ai évalué jusqu’à quel point les résultats trouvés sur cette plante modèle sont transférables à des espèces cultivées telles le colza dans le projet AgWaterBreed (ClimateKic, FP7) et la tomate dans un projet Agropolis.

Depuis Septembre 2017, je suis dans une démarche de mobilité pour mener un nouveau projet dans une autre unité de recherches.

Sélection de publication récentes :

Lièvre M., Granier C. & Guédon Y. (2016) Identifying developmental phases in Arabidopsis thaliana rosette using integrative segmentation models. New Phytologist. 210, 1466-1478

Bac-Molenaar J.A., Vreugdenhil D., Granier C. & Keurentjes J.J.B. (2015) Genome wide association mapping of growth dynamics detects time-specific and general QTLs. Journal of Experimental Botany. 66 (18) 5567-5580.

Vasseur F., Bontpart T., Dauzat M., Granier C. & Vile D. (2014) Multivariate genetic analysis of plant responses to water deficit and high temperature revealed contrasted adaptive strategies. Journal of Experimental Botany. 65 (22) 6457-6469.

 Lièvre M., Wuyts N., Cookson S.J., Bresson J., Dapp M., Vasseur F., Massonnet C., Tisne S., Bettembourg M., Balsera C., Bédiée A., Bouvery F., Dauzat M., Rolland G., Vile D. & Granier C. (2013) Phenotyping the kinematics of leaf development in flowering plants: recommendations and pitfalls. WIREs Developmental Biology 2: 809-821.

Baerenfaller K., Massonnet C., Walsh S., Baginsky S., Bühlmann P., Hennig L., Hirsch-Hoffmann M., Howell K. A., Kahlau S., Radziejwoski A., Russenberger D., Rutishauser D., Small I., Stekhoven D., Sulpice R., Svozil J., Wuyts N., Stitt M., Hilson P., Granier C. & Wilhelm G.  (2012) Systems-based analysis of Arabidopsis leaf growth reveals adaptation to water deficit. Molecular Systems Biology 8: 606.

Projets récents ou en cours / collaborateurs principaux

ARABRAS, ERAPG [2006-2010] / Max Plank Institute - Koln (M. Koornneef)

3D Leaf, Agropolis [2007-2011] / DAP-Montpellier (E. Costes) , Virtual Plant-Montpellier (Y. Guédon)

AGRONOMICS, FP6 Europe [2007-2012] /Max Plank Institute-Golm (M. Stitt) and Tübingen (D. Weigel), Gent University (L. de Veylder), ETH Zurich (W. Gruissem)

Drought Natural Variation, ANR [2007-2011] / SGAP -Versailles (O. Loudet)

AgWaterBreed, FP7 Climate Kic [2011-2015] / Juelich Plant Phenotyping Center (F. Fiorani, R. Pieruschka), Bayer Crop Science

European Plant Phenotyping Platform, EPPN [2012-2015] / Juelich Plant Phenotyping Center (R. Pieruschka)

CKI-Stress, ANR [2013-2017] / IBMP Strasbourg (P. Genschik)

Tomates, Agropolis [2015-2018] / Virtual Plant Montpellier (Y. Guédon), BFP Bordeaux (C. Chevalier, J.P. Renaudin, C. Cheniclet), PSH Avignon (N. Bertin, V. Baldazzi),